TINCIÓN   DE   GRAM
(líquidos   corporales   estériles   urgentes)

 

Generalidades Metodología
Interpretación LCR
Líquido   pleural Líquido   ascítico
Líquido   sinovial Bibliografía
Consultas


Generalidades

     La tinción de Gram es usada para clasificar bacterias sobre la base de sus formas, tamaños, morfologías celulares y reacción Gram (color). A nivel del laboratorio es útil como test para un rápido diagnóstico presuntivo de agentes infecciosos, tanto en muestras como en cultivos en crecimiento, y adicionalmente sirve para valorar la calidad de la muestra clínica. Las bacterias se tiñen gram positivas (+), gram negativas (–) o no se tiñen debido a sus diferencias en la composición de su pared y arquitectura celular.
     Las bacterias gram (+) tienen una gruesa capa de péptidoglucano y gran cantidad de ácidos teicóicos que no son afectados por la decoloración con alcohol y/o acetona, reteniendo el colorante inicial acomplejado con iodo y visualizándose en distintos grados de tonos desde el violeta al azul claro, dependiendo de si la naturaleza de su pared celular está intacta o dañada (por tratamientos antibióticos, edad celular…).
     Las bacterias gram (–) tienen en su pared celular una delgada capa de peptidoglucano ligada a una membrana externa por moléculas de lipopolisacáridos. Esta membrana externa es dañada por el alcohol y/o acetona de la decoloración, permitiendo que el primer colorante acomplejado con iodo escape y sea reemplazado por el contracolorante.
     Clásicamente los reactivos utilizados para la realización de la tinción de Gram han sido el cristal violeta como colorante inicial, la solución de lugol para acomplejar a éste, el alcohol y/o acetona para la decoloración y la safranina o fucsina básica como contracolorante.
     Existen una serie de puntos con respecto a un buen control de calidad de las tinciones de Gram, y que deben ser tenidas en cuenta antes de su realización, a saber:
        · Diariamente se debe comprobar que no existen precipitados ni cristales en la solución de cristal violeta. Si los hay, filtrar antes de su uso.
          · La estabilidad de la solución de cristal violeta, alcohol y/o acetona, safranina o fucsina básica es de 1 año y la de la solución de lugol de 6 meses, todas ellas conservadas en frascos cerrados (la evaporación puede alterar su efectividad) a temperatura ambiente.
          · Cada nuevo lote, aunque lo recomendable sería diariamente, preparar tinciones con cepas de colección de E.coli, S.aureus o S.epidermidis  para comprobar los resultados esperados.
          · Ciertos procedimientos de laboratorio pueden dificultar la interpretación microscópica de la tinción, como son la preparación de extensiones demasiado gruesas, uso de portas que no han sido prelavados o desengrasados, sobrecalentamiento en la fijación y excesivos lavados durante la tinción. Todos los anteriores son causas comunes de pobres resultados en la tinción de Gram.
          · Debe tenerse en cuenta que no todos los microorganismos observados en una tinción pueden ser cultivados, y al contrario, algunos no observados pero presentes consiguen ser recuperados en el cultivo.
          · Supervisión diaria de unas cuantas tinciones elegidas al azar por personal especializado, para confirmación de coincidencias y posibles discrepancias.

Metodología

     En cuanto al procedimiento técnico en sí, la tinción de Gram consta de:
          · Preparación de la extensión:   de elección sería utilizar portas mantenidos en un contenedor con alcohol, los cuales se sacan y secan (al aire o por flameado) justo antes de su uso. La extensión debe de rendir una fina monocapa representativa de la muestra:
                    - Torundas:   hacerlas rodar ligeramente sobre el porta para evitar la destrucción de elementos celulares y bacterias. Dejar secar al aire.
                    - Aspirados, exudados, esputos, heces, ... (muestras sin torundas):   seleccionar las partes más purulentas y/o hemáticas, y tras depositar una pequeña fracción (con un asa, torunda, aplicadores estériles…) hacer la extensión con 2 portas:
                                   FIGURA
                - LCR y otros líquidos que requieren centrifugación: tras centrifugación (2.500-3.000 rpm durante 15 min.), desechar el sobrenadante y utilizar el sedimento (0,5 ml), homogeneizándolo, verter una gota en un porta y dejar secar al aire. Puede añadirse, opcionalmente, una segunda gota a la primera ya seca para aumentar la sensibilidad.
                    - Orina:   sin centrifugarla, homogeneizar y depositar una gota sobre el porta dejándola secar al aire (se considera que existen > 100.000 UFC/ml orina si se observa > 1 bacteria/campo de alto aumento [x1000] en todos los campos visualizados).
                    - Muestras muy reducidas:   emulsionarlas con 0,5 ml de solución salina estéril, agitar y depositar 1 gota en el porta, extenderla en una capa fina con la ayuda de otro porta y dejar secar al aire.
                    - Biopsias:   la técnica más utilizada es la extensión por cortado y toques:
                                            FIGURA
                    - Cultivos líquidos:   depositar con pipeta Pasteur o con jeringa-aguja estériles (hemocultivos, cultivos bifásicos de Castañeda…), 1 ó 2 gotas en el porta y hacer una extensión fina con la ayuda de otro porta y dejar secar al aire.
                - Colonias en medio sólido:   colocar 1 gota de agua o solución salina (preferible, ya que el agua puede distorsionar la morfología celular de microorganismos frágiles) en un porta, depositar con un asa o aplicador estéril 1 ó 2 colonias, emulsionándolas (no muy vigorosamente por la posible formación de aerosoles) y extendiendo en una fina capa con la ayuda de otro porta y dejar secar al aire.
          · Fijación:  la extensión puede fijarse con calor o metanol:
                    - Calor:   se realiza sobre superficies calientes (hasta 60ºC) por paso directo de 2 a 3 veces a través de la llama, o por adición de unas gotas de alcohol sobre porta y posterior encendido hasta extinción de la llama. Evitar lo posible el sobrecalentamiento. Esperar a que el porta se enfríe antes de su tinción.
                    - Metanol:   previene la lisis de hematíes y resulta en un más claro fondo. También evita el probable arrastre de la extensión de muestras de orina, semen, líquidos centrifugados … , en la etapa de lavado de la tinción. La técnica consiste en secar la extensión al aire, añadir unas gotas de metanol sobre ésta durante 1 minuto, decantándolo sin lavado y dejando secar la extensión otra vez al aire. No utilizar el calor en ningún momento.
          · Tinción:   existen varias modificaciones de ésta según reactivos recomendados, tiempos de tinción y usos para la que se destine. Tradicionalmente se han venido aplicando las 3 siguientes:
                    - Bacteriología en general:   se utiliza la modificación de Hucker, la cual utiliza 30 seg. el cristal violeta, 30 seg. la solución iódica de Gram (lugol + bicarbonato sódico diluido), de 1 a 5 seg. la solución decoloradora de alcohol-acetona (1:1), y 30 seg. la safranina o fucsina básica al 0,1-0,2%.  A tener en cuenta que los tiempos de decoloración son el paso crítico.  Según éstos hay 3 tipos de decoloración:
                              * Decoloración lenta (30 seg.): Solo con alcohol de 95º. Es la preferida por estudiantes y personal con menos experiencia.
                              * Decoloración moderada (de 1 a 5 seg.): Es la inicialmente reseñada y, en general, la más recomendada.
                              * Decoloración rápida (lavar inmediatamente después de aplicarla): Sólo con acetona. Utilizada por personal cualificado y se usa si la muestra contiene gran número de células acompañantes.
                    - Microorganismos gram (-) de difícil tinción:   representados, entre otros, por espécies de Bacteroides, Fusobacterium, Legionella, Campylobacter, Brucella, … . Se le denomina modificación de carbol-fucsina. Básicamente es igual a la modificación de Hucker, excepto que el decolorante recomendado es el etanol 95º (30 seg.) y el contracolorante es carbol-fucsina o la fucsina básica (al 0,8%) aplicándolo durante 1 minuto.
                    - Anaeróbios:  se le denomina modificación de Kopeloff. Los anaerobios con la modificación de Hucker solo se tiñen ligeramente y fácilmente se decoloran. Utiliza los mismos colorantes que los anteriores pero a mayor concentración unos y menor otros, con algunas modificaciones adicionales. El decolorante es alcohol-acetona (7:3) y los tiempos de tinción varían ampliamente con respecto a las 2 modificaciones anteriores.

Interpretación

     Otras consideraciones importantes que deben ser revisadas e inspeccionadas por microscopía tras la realización de la tinción son:
          ·Como regla para evidenciar una buena decoloración, y teniendo en cuenta la fuente de la muestra, el fondo de la tinción deberá ser claro o ligeramente gram (-). Si hay leucocitos se observarán completamente gram  (-), y si hay levaduras tipo Candida completamente gram (+).
          · Para una buena interpretación de la tinción, el grosor de la extensión no debe permitir que aparezcan más de 2 células solapadas unas encima de otras.
          · Examinar la tinción en busca de evidencias de inflamación (células polimorfonucleadas, células mononucleadas y/o hematíes). La presencia de células epiteliales, bacterias de la flora, restos alimenticios…, según el producto patológico que estemos observando, pueden indicar una mala obtención de éste.
          · Inspeccionar distintas áreas de la tinción en busca de microorganismos. Prestar más atención en aquellas tinciones con signos de inflamación de pacientes inmunocompetentes, que en aquellas en donde no se observen éstos. Si no se detectan se indicará como “No se observan microorganismos”. Si se observan, se informará su número relativo, el tipo de microorganismo y su reacción gram. Se debe ser cuidadoso al informar si solo se observa 1 ó muy pocos (especialmente si no existen signos de inflamación), ya que los recipientes de recogida de muestras, los portas y algunos cultivos pueden contener bacterias no viables ni significativas pero contaminantes que nos aparecerán en la tinción.

     En cuanto a la reacción gram y características morfológicas de los microorganismos visualizados, éstas son:
          · Gram:
                - Positivo:   de violeta fuerte a azul claro.
                - Negativo:  rosa o rojo (en el caso de carbol-fucsina el rojo será intenso).
                    - Variable:   microorganismos parcialmente positivos y negativos. Puede ser debido a una mala extensión, fijación o tinción, presencia de células viejas, daño en la pared celular o por particularidades especiales de la pared celular de ciertos microorganismos.
                    - Neutro:   no toman ningún color, siendo generalmente el fondo alrededor de ellos de un ligero gram (-). Los microorganismos pueden ser intracelulares. Esta reacción gram ha sido vista en tinciones de muestras clínicas en donde están presentes elementos fúngicos o algunas espécies de micobacterias.
                    - Otras características:   a examinar en el gram son si la tinción de los microorganismos es homogénea, bipolar, en cuentas o gotas, punteada, en barras o irregular.
          · Formas:
                - Totales:   cocos, cocoides, cocobacilares, bacilos, filamentosos (ramificados o no) y levaduriformes.
                    - Extremos:   redondeados, afilados, romos, en forma de palo de tambor o inflado (por vacuolas, esporas, acúmulos de cualquier naturaleza…) y cóncavos.
                    - Lados:  paralelos, ovoides, cóncavos e irregulares.
                    - Eje mayor:  recto, curvado o en espiral.
                - Pleomorfismos:   variación en la forma de un mismo conjunto de microorganismos. Ocurre en algunas espécies de difteromorfos, Bacteroides spp., filamentosos ramificados (Actinomyces spp, …), por tratamientos antibióticos … .
          · Tamaños:   teniendo en cuenta que el tamaño medio de un hematíe es de 7 mm y el de los gránulos citoplasmáticos de los leucocitos polimnorfonucleares son de 0,2-0,3 mm:
                    - Totales:  minúsculo (< 0,3 mm),  pequeño (0,3-0,5 mm), medio y grande.
                    - Longitud: corto (0,5-1 mm), medio, largo y filamentoso (10-30 mm).
                    - Anchura:  delgado, medio y grueso.
                    - Pleomórficos:  variación en el tamaño de un mismo conjunto de bacterias.
          · Características agrupacionales  microorganismos aislados, en pares, en cadenas, tétradas, en grupo o arracimados, en empalizada, en letras chinas, empaquetados, en formas angulares tipo V o L … .
          · Morfologías típicas bacterianas según tinción de gram:
                                   ESQUEMA
                                   ESQUEMA

     En cuanto a los LÍQUIDOS CORPORALES ESTÉRILES que se analizan en el laboratorio de urgencias de un servicio de análisis clínicos, y a los que se les puede requerir la realización de un gram por sospecha que su causa sea infecciosa, o por infección posterior a su formación, destacan el LCR,   LÍQUIDO PLEURAL, LÍQUIDO ASCÍTICO   y   el   LÍQUIDO SINOVIAL.

LCR

     Los principales agentes etiológicos bacterianos de meningitis (agudas y crónicas) son los siguientes: Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae y agalactiae, Staphylococcus aureus, espécies de Enterobacterias (BGN, generalmente Escherichia coli), Mycobacterium tuberculosis, Listeria monocytogenes y una levadura en pacientes inmunodeprimidos (sobre todo VIH +), el Cryptococcus neoformans.

     Otras etiologías con mucha menor frecuencia serían algunas espécies de Rickettsia,  Brucella,  Borrellia,  Mycoplasma,  Treponema,  Leptospira …, Parásitos (especies de Plasmodium, Trypanosoma, Naegleria, Toxoplasma, larvas de Cisticercus, Trichinella …) y algunos hongos superiores y levaduras. Otro grupo con una mayor incidencia lo constituyen los virus (Enterovirus, Grupo Herpes, Coxsackievirus, Echovirus, Retrovirus…).

     Referente a las meningitis agudas bacterianas, que son generalmente a las que se pide una tinción de gram de urgencia del LCR, es primordial tener en cuenta la edad del paciente ya que existe una clara prevalencia de unas etiologías sobre otras, a saber (y por orden de prevalencia):
          · Primer mes de vida Strp.agalactiae, BGN (E.coli K-1) y L.monocytogenes.
          · 1 a 3 meses:   H.influenzae, N.meningitidis y Strp.pneumoniae.
          ·  3 meses a 10 años: N.meningitidis, H.influenzae y Strp.pneumoniae.
          ·  10 a 60 años: N.meningitidis, Strp.pneumoniae y H.influenzae.
          ·  Más de 60 años:  Strp.pneumoniae, N.meningitidis, L.monocytogenes y BGN.

     La sensibilidad de los frotis teñidos con gram después de centrifugación del LCR es del 60-80%, mientras que las preparaciones en fresco, p.ej. de Tinta china, son tan solo del 50%.

     Tras una tinción de gram se debe observar primeramente la presencia o no de leucocitos, ya que es alrededor o dentro de éstos en donde se concentran la mayoría de microorganismos. En caso de visualización positiva, generalmente se presentan como:
          · Neisseria meningitidis:   diplococos gram (–) en forma de granos de café, con sus caras cóncavas mirándose. Cuando su presencia es escasa resulta más útil la coloración de Giemsa, ya que los destaca del fondo y de las células acompañantes ayudando a ver su disposición. 1: Representación gráfica ideal; 2: Imagen gram:
                        IMAGEN 1                IMAGEN 2
        · Haemophilus influenzae:   pequeños bacilos finos o cocobacilos gram (–) (a veces se tiñen débilmente), que si están en grupo, se organizan en forma de empalizada o banda de peces. En bastantes ocasiones (Imagen 3) tienden a ser pleomórficos e incluso presentarse en formas filamentosas. 3 y 4: Imágenes gram:
                        IMAGEN 3                IMAGEN 4
          · Listeria monocytogenes:  bacilos finos o cocobacilos gram (+) de bordes redondeados, intra o extracelulares, a veces agrupados en parejas. Se asemejan a las corinebacterias. Si la decoloración ha sido excesiva pueden confundirse con H.influenzae. 5: Imagen gram:
                                         IMAGEN 5
          · Streptococcus pneumoniae:  cocos gram (+) en pares. A veces se pueden observar formas lanceoladas con un halo transparente a su alrededor, o formando cortas cadenas. 6: Imagen gram:
                                         IMAGEN 6
          · Streptococcus agalactiae (grupo B):  no se diferencia por tinción de Gram del resto de grupos de Estreptococos (S.pyogenes, S.viridans, …), es decir, cocos gram (+) de redondos a ovales, en pares o más comúnmente formando desde cortas a largas cadenas. 7: Imagen gram:
                                         IMAGEN 7
         
· Enterobacrias:  bacilos gram (–) (BGN) gruesos y rectos con extremos redondeados. Escherichia coli en ocasiones, presenta una típica tinción bipolar en sus extremos que sobresale del resto, aunque este hecho también puede ocurrir en otros géneros de las enterobacterias e incluso en otras familias de BGN (Vibrionaceae, Peudomonadaceae …). 8: Imagen gram; 9: Representación gráfica computerizada:
                        IMAGEN 8                IMAGEN 9
          · Cryptococcus neoformans:  levaduras de una sola célula o en gemación que toman un gram neutro o punteado. Alrededor de ellas aparece un estrecho halo claro o rojo anaranjado y otro mucho más grande parcial o completamente gram (+). La inclusión en este apartado se fundamenta en su posible hallazgo al realizar una tinción de Gram del LCR. En estos casos se debe preparar una tinción en fresco con tinta china al 1:3 en solución salina, en donde se muestran como levaduras con una amplia cápsula polisacárida característica (la sensibilidad es menor a la del gram, pero su especificidad es muy alta --> otras levaduras que pueden dar falsos positivos con la tinción de gram). 10: Imagen gram; 11: Imagen de fresco de tinta china.
                        IMAGEN 10                IMAGEN 11
          · Staphylococcus aureus:  puede a menudo ser diferenciado del resto de estafilococos coagulasa negativos por su uniformidad en el tamaño, morfología y reacción gram (color azul más intenso), así como por su generalmente menor tamaño y por agruparse, casi siempre, en paquetes geométricos (tétradas,…). 12: Imagen gram:
                                         IMAGEN 12

Líquido  pleural   

     Aparece un derrame pleural en algo menos del 50% de las neumonías bacterianas, y en el 20% de las causadas por micoplasmas. En general, el líquido pleural es estéril y el volumen pequeño. La aparición precoz de derrame pleural se observa en las neumonías por Streptococcus pyogenes (grupo A), Staphylococcus aureus o por gérmenes anaerobios. El posible posterior desarrollo a Empiema solo ocurre en el 1% de neumonías neumocócicas, y en otras como las causadas por anaerobios, St.aureus o BGN.

     En las escasas ocasiones en donde podamos visualizar por gram algún microorganismo, de entre los más prevalentes se encuentran:
          · Streptococcus pneumoniae:  ídem a lo visto en LCR.
          · Estreptococos b-hemolíticos (A, B, raro C, E y G): ídem  a lo visto para Strp. agalactiae en LCR.
          · Staphylococcus aureus:  ídem a lo visto en LCR. Es especialmente común en niños y en pacientes con derrame pleural y empiema postraumático u hospitalario.
          · BGN:   ídem a lo visto en LCR.          
        · Haemophilus influenzae:  ídem a lo visto en LCR. Es causa poco frecuente de derrame pleural. Las neumonías por este germen acostumbran a presentarse en pacientes con reagudizaciones bronquíticas y EPOC.
          · Anaerobioslas neumonías producidas suelen ser por aspiración (en alcohólicos, pacientes sedados …) y el líquido pleural aparece muy purulento y maloliente. Los 3 tipos más frecuentes de microorganismos son:
                         - Especies de Bacteroidesbacilos, por lo general rectos, gram (–) y pleomórficos con tinción desde irregular hasta bipolar. 13: Imagen gram:
                                         IMAGEN 13
                    - Fusobacterium nucleatum:  bacilos finos alargados (como bastoncillos) gram (-), rectos o ligeramente curvos, de puntas agudas en forma de huso. Pueden aparecer en parejas extremo con extremo y a veces en filamentos. 14 y 15: Imágenes  gram:
                      IMAGEN 14                IMAGEN 15
                         - Cocos anaerobios:  representados por géneros de estreptococos microaerófilos y anaerobios estrictos (Peptostreptococcus magnus, ...). Se tiñen habitualmente de forma irregular en comparación con los estreptococos aerobios facultativos clásicos. 16: Imagen gram:
                                         IMAGEN 16
                         - Especies de Actinomyces:   existe un cuarto tipo de microorganismo anaerobio, pero mucho menos prevalente, que puede descubrirse en contadas ocasiones en el líquido pleural. Son delgados bacilos gram (+) que forman filamentos ramificados y engrosados en sus extremos. Pueden aparecer concreciones gram positivas en la tinción del líquido que corresponden a los llamados “gránulos de azufre”. 17: Imagen gram:
                                         IMAGEN 17

Líquido ascítico

 Es el líquido contenido y formado en la cavidad peritoneal por trasudación (ICC, cirrosis hepática, hipoproteinemia…), exudación (neoplasias, infecciones, traumatismos, pancreatitis…) o por derrame quiloso (lesión u obstrucción del conducto torácico). Cuando esta cavidad se inflama debido a una infección o el líquido ascítico contenido en ella se sobreinfecta deviene una peritonitis, cuyo resultado es el acúmulo de gran cantidad de éste.

     Clásicamente se han reconocido 2 tipos de peritonitis, la primaria y la secundaria. El progreso médico ha contribuido a la aparición de nuevas formas de infección peritoneal, como aquellas que ocurren en pacientes en diálisis peritoneal crónica, con derivaciones ventriculoperitoneales de LCR o con derivaciones peritoneovenosas del líquido ascítico.

     La peritonitis primaria, de prevalencia escasa, se produce espontáneamente sin evidencia de patología intraabdominal, es prácticamente una enfermedad no quirúrgica (ligada a ciertos grupos de enfermos con cirrosis hepática, síndrome nefrótico y otras condiciones predisponentes) y su etiología varía dependiendo de si los pacientes son pediátricos o adultos.

     Las causas de peritonitis secundarias son múltiples, destacando las inflamaciones de la pared intestinal o de vísceras contiguas con posterior perforación intestinal (apendicitis, pancreatitis…), traumatismos o como complicación de la cirugía. Otras causas son mecánicas (obstrucciones intestinales…), vasculares (colitis isquémica necrotizante…) y neoplasias.

     En aquellos casos en que el acúmulo de líquido ascítico sea debido a peritonitis infecciosa, nos podemos encontrar en la tinción de gram con:
          · Peritonitis primaria:
                    - Niños:
                        * Streptococcus pneumoniae y Streptococcus pyogenes:   ídem a lo visto en LCR.

                              * Haemophilus influenzae y otros estreptococos:   con menor frecuencia. Ídem a lo visto en LCR.
                    - Adultos:   es esencialmente la peritonitis del cirrótico con ascitis.
                               * Escherichia coli y otras enterobacterias:   ídem a lo visto en LCR.
                               * Enterococcus spp.:   menor frecuencia. Muy difíciles de diferenciar del resto de estreptococos. Se asemejan mucho al neumococo, pero sin forma lanceolada. 18: Imagen gram:
                                         IMAGEN 18
          
          · Peritonitis secundaria:  por lo general es una infección mixta que comprende predominantemente anaerobios obligados y facultativos (de 3 a 6 microorganismos de media). El líquido peritoneal presenta > 3 gr/dL de proteínas totales y multitud de leucocitos (principalmente polimorfonucleares (PMN) ). Se debe realizar examen del contenido en amilasa. Es habitual la presencia de 17.000 a 25.000 leucocitos/mm3 con desplazamiento a la izquierda de la fórmula, y valores elevados de hematocrito y uremia (el flujo neto de formación de líquido peritoneal puede llegar a ser de 300-500 ml/hora; en estos casos el hemograma puede rendir solo 5.000 leucocitos/mm3, pero el recuento diferencial muestra un desplazamiento extremo hacia formas PMN inmaduras). En la tinción de Gram, si es positiva, nos encontraremos con más de 2 tipos de bacterias que, ordenadas de mayor a menor prevalencia, son:
                    E.coli y otras enterobacterias:   ídem a lo visto en líquido pleural.
                - Bacteroides spp.:   ídem a lo visto en líquido pleural.
                  - Cocos anaerobios: ídem a lo visto en líquido pleural.
                - Clostridium spp.:   grandes bacilos gram (+), con o sin esporas, como trozos de cinta. 19: Imagen gram de muestra; 20: Imagen gram de cultivo:
                                         IMAGEN 19
                - Enterococcus spp.: ídem a lo visto en líquido pleural.
                - Streptococcus spp. y Staphilococcus spp.:  ídem a lo visto en LCR.
                - Fusobacterium spp.:   ídem a lo visto en líquido pleural.
         
· Peritonitis asociada a dispositivos intraperitoneales:  escapan al fundamento de esta revisión, ya que directamente se remiten al laboratorio de microbiología. Pero cabe resaltar que, mayoritariamente se observan Staphilococcus spp. y en algunas ocasiones bacilos gram (-) y levaduras tipo Candida.    

Líquido   sinovial

  Entre las posibles causas de artritis, con acúmulo de líquido sinovial, la patología infecciosa representa solo una parte. Las artritis infecciosas se clasifican según su patogenia en sépticas, por inmunocomplejos y reactivas. Únicamente en las del primer tipo podremos visualizar por tinción de gram alguna bacteria.

     Los microorganismos más comunes en las artritis bacterianas son, hablando en términos absolutos:
          · Staphylococcus aureus:   ídem a lo visto en LCR.
          · Neisseria gonorrhoeae:   muy similar al meningococo, con tendencia a disponerse intracelularmente. 20: Imagen de gram; 21: Imagen de gram en relieve:
                      IMAGEN 20                IMAGEN 21
     Según la edad del paciente, las bacterias (imágenes de gram todas ya vistas) comúnmente recuperadas son:
          · Hasta los 6 meses de vida:   Staphylococcus aureus y enterobacterias (BGN).
          · De 6 meses a 2 años:   Staphylococcus aureus y Haemophilus influenzae.
           · De 3 a 14 años:   Staphylococcus aureus y algunos estreptococos (Strp.pneumoniae, Strp.pyogenes y Strp.viridans).
           · De 15 a 40 años:    Neisseria gonorrhoeae (75% de todos los casos) y Staphylococcus aureus.
           · Más de 40 años:   Staphylococcus aureus, algunos estreptococos y enterobacterias.

     Salvo en los casos de etiología gonocócica, en donde el recuento de leucocitos/mm3 se sitúa entre 2.000-50.000 y la relación glucosa sinovial/plasmática está entre 0,4-0,8, en el resto de artritis infecciosas sépticas el recuento de leucocitos supera con frecuencia los 60.000/mm3 y la relación glucosa sinovial/plasmática es siempre < 0,5. La cuantificación de proteínas totales arroja en cualquier caso valores de 3-6 g/dL.     La tinción de Gram del sedimento del líquido centrifugado permite observar cocos gram (+) en el 75% de artritis estafilocócicas, y diplococos gram (–) o BGN en el 50% de artritis gonocócicas o por enterobacterias, respectivamente.

Bibliografía

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- PHOTO GALLERY OF BACTERIAL PATHOGENS. Página WEB www.geocities.com/CapeCanaveral/3504/gallery.htm y enlaces. 2001.
- MANUAL DE TÉCNICAS EN MICROBIOLOGÍA CLÍNICA. M. V. Álvarez, E. Boquet, I. De Fez. AEFA. 1990.
- CURSO DE FORMACIÓN CONTINUADA EN ENFERMEDADES INFECCIOSAS PARA MÉDICOS INTERNOS RESIDENTES. Coordinadores Dr. J. M. Gatell, Dra. A. Moreno, Dr. J. Mensa. SEIMC-SEQ-SB. 2000.
- DIAGNÓSTICO Y TRATAMIENTO CLÍNICOS POR EL LABORATORIO.
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- DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO. TEXTO Y ATLAS COLOR.
Koneman, Allen, Dowell, Sommers. Editorial Médica Panamericana. 2ª Reimpresión. 1990.
- CLINICAL MICROBIOLOGY PROCEDURES HANDBOOK.
Editor in Chief: Henry D. Isenberg. Volume 1 and 2. American Society for Microbiology/Washington, D. C. 1992.

Consultas

Adrián Martinavarro Domínguez  
(Autor: FIR-3, especialista en microbiología)
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